2023年7月27日发(作者：)

铜（II）离子对生物废水处理系统中微生物的毒性

摘要

铜是一种重要的元素,但是，这种重金属在相对较低的浓度下是微生物活性的抑制剂。这项研究的目的是评估铜(II）对废物处理过程中负责去除有机成分和营养物的各种微生物营养组的抑制作用。批次生物测定结果表明铜（II）对废水处理系统中的关键微生物群体造成了严重的抑制。发现反硝化细菌对铜(II）的存在非常敏感。引起50%抑制(IC50）的铜（II）对脱氮酶代谢活性的浓度为0.95mg L—1。铜对发酵细菌,需氧葡萄糖降解异养菌和硝化细菌也有抑制作用（IC50值分别为3。5,4.6和26。5 mg L-1)。尽管如此，反硝化和硝化细菌在暴露于高铜水平（分别高达25和100mg Cu(II）L-1）暴露仅几天后，其代谢活性显着恢复（分别用于脱氮和硝化）.恢复可能是由于可溶性铜的衰减或微生物的适应。

一，简介

重金属对环境，公众健康和经济的潜在影响一直是近几十年来的一个主要问题。铜，锌，镍和镉等重金属普遍存在于来自采矿，冶炼，半导体，冶金，电镀和金属加工行业.液体排放物中铜的浓度根据工业活动而显着不同。例如,塞尔维亚铜矿“Cerovo”采矿废水中的铜含量高达1550 mg L-1(Stankovic et al。,2009）.铜在半导体出水中的浓度也很高,通常在5—100mg L—1范围内（Sierra—Alvarez等人，2007）.但是，市政废水中的铜含量预计会相当低，因为工业废水将被来自居民来源的废水稀释。另外，吸附和沉淀反应会导致生物废水处理系统中铜的去除。由Crane等人进行的研究（2010）报道了在不同类型的二级生物废水处理过程中大量去除铜。在加入高达40μgCu L—1的台架测定中,分别获得了99，84和47％的活性污泥，滴滤液和膜生物反应器的铜去除率。

铜是所有生物体必不可少的元素(Burgess等，1999； Cervantes和Gutierrez Corona，1994）；然而，这种重金属的高浓度抑制细胞代谢。含铜和铜的化合物被广泛用作杀菌剂和杀真菌剂.铜的抗菌作用被认为是铜离子螯合巯基的能力，从而与细胞蛋白质或酶相互作用（Yeager，1991）。已经进行了几项研究来确定废水处理过程中铜的微生物抑制潜力。铜对好氧异养细菌以及硫酸盐还原和其他厌氧降解过程中微生物的抑制作用已被广泛研究（Ahring和Westermann，1985； Jalali和Baldwin，2000; Karri 2006; Lawrence和Mc Cwq，1965； Mori等，2000; Mosey和Hughes,1975； Utgikar等,2001)。相比之下，关于这种金属对其他微生物群体在废水处理中起关键作用的毒性的信息是有限的,例如硝化和反硝化微生物和葡萄糖发酵细菌。

据报道即使对于同一营养组中的微生物抑制其生物活性的铜（II)浓度差别也是很大.例如，在硫酸盐还原菌的研究中观察达到50％的铜（II）的抑制水平其浓度从仅0.84mg L-1至多达200mg L—1（Jalali和Baldwin，2000; Karri等人，2006； Sani等人，2001; Utgikar等人，2001）。在同样的方法中，厌氧污泥中产甲烷微生物的铜抑制水平发生了显着的变化，其数值从2。2mg L—1到400mg L-1几个数量级（Ahring和Westermann， 1985； Karri等人，2006； Lawrence和Mc Cwq,1965； Mori等人，2000; Mosey和Hughes，1975)。报道的铜在血管内水平观察到的显着变化很可能是由于在各种实验中使用的实验条件的差异（例如，培养基的组成，pH值，温度，铜配体浓度如硫化物，等）,已知会影响铜的特性和生物利用度。

本研究的目的是评估铜（II）对废水生物处理过程中涉及有机物和氮营养物质去除的各种微生物种群的毒性效应。为了比较不同微生物种群的抑制水平，所使用的毒性生物测定被设计为最小化实验变化（即p H值，微量元素溶液，温度，振荡条件在所有生物测定中相同）.

2。材料和方法

2.1.化学制品

从Spectrum Chemicals and Laboratory Products(Gardena,CA，USA)获得硝酸钾和乙酸钠(N 99.0％纯度）。从Sigma Chemicals Co。(St。Louis,MO，USA)购买脱水氯化铜（II）（99.0％ACS级），硫酸钠(N 99。5％）和硫酸（95—98%ACS级）。碳酸氢铵由MP Biomedicals（Solon，OH，USA）获得。苯酚(99。0%ACS级）从EMD chemicals（Gibbstown，NJ，USA）获得。无水D-葡萄糖购自Mallinckrodt Chemical（Paris，KY,USA）. N2 / CO2气体（80/20，v / v）由美国空气公司(美国亚利桑那州凤凰城）交付。所有的化学品都是按收到的使用

2。2。污泥来源

厌氧产甲烷颗粒污泥（Eerbeek和Aviko污泥）的两种类型在这项研究中进行了评估.

Eerbeek污泥来自工业厌氧污泥床（UASB）再处理再循环废水（Industriewater，Eerbeek，The

Netherlands）,以及来自UASB反应器处理污泥处理废水（Aviko，Steenderen，荷兰）的Aviko污泥。将两种接种物洗涤并筛分以除去细颗粒，并将其在4℃的氮气下储存。 Eerbeek和Aviko污泥中挥发性悬浮固体(VSS）的含量分别为12。9%和11.5%。

硝化试验中使用的接种物Randolph Parksludge I是从全面污水处理设施(Randolph Park

Wastewater Reclamation Facility，Tucson,AZ，USA）的硝化阶段获得的。污泥中的VSS含量为4。8%.分别使用Aviko颗粒污泥和Randolph Parksludge II在厌氧和好氧条件下获得葡萄糖降解富集培养物。富集培养物是通过将培养上清液以葡萄糖消耗以5％（v / v）的速率成功转移至含有新鲜葡萄糖的基础培养基中而形成的.好氧污泥，兰道夫公园污泥II(0。13％VSS）,从兰道夫公园废水回收设施的曝气池获得。所有的污泥样品在4℃的氮气下储存。

2.3。培养基

在三元生物测定法（BM—1）中提供的基础矿物介质的组成为(mg L -1）:Na HCO 3(2000），NaH 2 PO 4·H 2 O（1200）和Na 2 HPO 4（715）。包含(含L—1）:K 2 HPO 4(250）的基础矿物介质在脱氮生物测定法（BM—2） （NH 4）HCO 3（417)和Na HCO 3（1500）。用于好氧异养生物测定和发酵毒性生物测定(BM-3）的基础矿物介质包含(inmg L—1)：NH 4 Cl(280）；

Na HCO3（2000）; K 2 HPO 4（250）； KH2PO4（2050）； CaSO 4·2H 2 O（10）,Mg SO 4·7H

2 O（100）和酵母提取物（50）.所有培养基中添加10 mg L —1酵母提取物和1 m LL-1微量元素溶液(50），FeCl 2·4H 2 O（2000），ZnCl 2（50)，MnCl 2·4H 2 O（50），（NH 4）6 Mo 7

O 24·4H 2 O（50），AlCl 3·6H 2 O （200),CuCl 2·2H 2 O（30），NaSe O 3·5H 2 O（100），EDTA(1000)，刃天青（200），CoCl 2·6H 2 O和36％的HCl（1m LL-1）。所有培养基根据需要用HCl或NaOH调节至pH 7.2。

2。4。分批微生物毒性分析

在各种毒性生物体中使用的实验条件总结在表1中。除非另有说明，批量生物测定使用补充有50ml培养基的玻璃血清烧瓶（165ml)进行。使用氯化铜（CuCl2·2H2O）的浓缩储备溶液加入所需量的铜（II）。在稀盐酸（10mM）中制备储备溶液以确保完全溶解铜.烧瓶缺乏铜也孵化和作为不受限制的控制。在厌氧和缺氧生物测定中，用丁基橡胶密封垫和铝制卷曲密封封口，然后用N 2 ：CO 2气体(80：20，v / v）冲洗顶部空间以确保无氧条件。好氧异养和氮化生物测定的顶空是大气，并且每天补充以防止氧的限制。在所有生物测定中,由于基础矿物介质的高缓冲能力,加入铜原液后的最终pH值约为7.2.

硝化作用(mg NH4 + — 消耗的g—1VSS d-1），反硝化作用(mgNO3ˉg-1VSS d—1）和葡萄糖降解(mg葡萄糖降解的g—1VSS d-1）的最大活性由铵浓度，硝酸盐浓度和葡萄糖消耗；生物量浓度与时间（d），作三个平行重复测定的平均值计算得到.在每种情况下,在无铜对照显示最大特异活性的时间段内,确定给定铜浓度下的最大特异活性。观察到的抑制作用如下所示计算。

与未抑制的对照相比，引起活性降低20,50和80％的铜（II）的初始浓度分别被称为IC20,IC50和IC80。 这些值通过在绘制抑制剂浓度的作用所观察到的抑制作用（％）的图中插入来计算。 除非另有说明，否则所报导的抑制浓度是三个平行相应标准偏差的平均值。 2。5。分析方法

使用Agilent 7500a的电感耦合等离子体质谱（ICP-MS）得到液体样品中的铜（II）浓度。分析系统的功率为1500W，等离子气体流量为15L min—1，载气流量为1。2L min-1.取样后立即用薄膜过滤（0.45μm)，用稀硝酸稀释。

如别处所述（Dubois等,1956），用比色法测定糖.简单地说，将0。5ml离心样品转移到试管中，然后加入0。5ml 5％（v / v）苯酚和2.5ml浓硫酸。混匀样品并使其静置7分钟。随后，将管在45℃加热20分钟。使溶液冷却，并通过在490nm处测量样品的颜色强度来测定生物测定中的葡萄糖浓度。先前构建了含有范围从2.9到14。3mg L-1的葡萄糖浓度的校准曲线。用空白样品校正。

使用Dionex 3000系统（Sunnyvale，CA，USA)，用Dionex Ion Pac AS18分析柱(4×250 mm）和AG18保护柱（4×40 mm），通过抑制电导离子色谱分析硝酸盐和亚硝酸盐.该柱维持在35℃.使用的洗脱液为10 m M KOH，流速为1。0 m L min-1。注射量为25μL。在测量之前，将所有样品离心（10，000rpm）10分钟或者通过膜滤器(0。45μm)。使用Orion Thermo组合离子选择性电极测定铵.使用Perp Hec T ROSS玻璃组合电极以Orionmodel 310 Perp Hec T p

H-meter取样后立即测定p H。挥发性悬浮物和其他分析参数是根据“水和废水检测标准方法"（APHA，1998）确定的。

3。结果与讨论

图1显示了在0，1,2。5,5，10，25,35,50，80和100mg铜(II）L-1存在下硝化活性测定中来自氨的硝酸盐形成的时间进程的说明性实例。含有铜（II）的处理中的硝化活性基于不含铜的不受抑制的对照的活性进行标准化.图2A显示硝化微生物作为初始铜（II)浓度的函数的标准化活性。由对照最大硝酸盐形成时间计算其硝化活性,约90至180小时.本研究中其他微生物的生物活性用相同的方法计算。

3。1。葡萄糖发酵菌

铜（II）在极低浓度时对污泥中的厌氧葡萄糖发酵微生物具有抑制作用（表2）。观察厌氧培养物中铜浓度在0-10mg L—1范围内的葡萄糖利用率的显着降低(图3A).厌氧富集培养和厌氧颗粒污泥（Aviko）对葡萄糖利用率产生50％抑制的铜(II）浓度分别为1.4和3.5mg L-1。这些结果表明，发酵微生物的生长在某种程度上与其代谢活性相比，更受铜（II)的影响。文献中铜对发酵菌的IC 50值差异很大. Lin和Shei（2008)使用蔗糖评估了铜对发酵产氢产生的影响，发现在本研究中确定的IC50值与相同数量级（6.5mg L-1)的相同。两项研究铜对蔗糖产生H2的影响中（Li and Fang,2007)，一项来自乳品废水(Yu and Fang，2001)实验,IC50值高出一个数量级（分别为65和30 mg L—1）。 Zheng和Yu（2004)在评估铜对乳品废弃物转化为H2的影响的试验中发现，其IC50值（350 mg L—1）相当高。在厌氧环境降解有机物其他微生物如产甲烷菌和硫酸盐还原菌相比发酵细菌似乎更容易受到铜的抑制作用，.IC50的可溶性铜与发酵细菌相比在这两个微生物群落的结果往往是发酵细菌一个或多个数量级（Ahring和Westermann，1985； Jalali和Baldwin，2000； Karri等人，2006； Law—rence和Mc Cwq，1965; Mori等人,2000; Mosey和Hughes，1975; Utgikar等,2001; Utgikar等,2003).

在葡萄糖发酵毒性测定中，观察到可溶性铜(II）水平快速下降。图4显示了在实验开始和结束时各种处理中测定的可溶性铜(II)的浓度。作为一个例子，Cu（II）L-1在2和50 mg Cu(II）L-1处理后分别只检测到0。60和4.4 mg Cu（II）L—1。负责去除铜的机制可能是由于沉淀和吸附到污泥（Artola et al。，1997； Karri et al。，2006)。矿物介质中含有Bi-碳酸盐，磷酸盐和羟基基团;因此，由于CuCO 3，Cu(OH）2和Cu 3(PO 4）2的溶解度较低的产物分别为2。5×10—10,2。2×10—20和1.4×10-37,会发生铜的化学沉淀Stumm和Morgan，1981）。铜还可以形成高度不溶性的沉淀物（硫酸铜的溶度积为8×10—37,Stumm和Morgan,1981)，这是负责厌氧生物反应器中（部分）铜解毒的过程。然而，由于硫酸盐和硫化物盐在所有生物测定中被排除在基础矿物介质之外，所以需要注意Cu S的形成,以防止（生物）硫化物沉淀铜。可溶性铜浓度也可以通过将铜吸附到生物质上而得到消除（Hu等，2004； White等,1995），一些研究表明铜的抑制作用随着生物量的增加而降低铜的比例（Braam和Kkapwijk,1981； Pamukoglu和Kargi，2007）.吸附和沉淀反应会导致生物废水处理系统和水生环境中铜的大量去除。一篇综述提到，在活性污泥处理过程中,铜的去除率为33-98%(Lester,1983）。

3。2。硝化和脱硝

铜（II)被发现抑制硝化微生物在aero—bic污泥。摇动的批次生物测定显示随着铜（II)含量的增加，氨消耗速率和硝酸盐形成速率显着降低（图2A）,在添加铜浓度为50mg L—1或更高时,几乎完全抑制了硝化作用。 IC20，IC50和IC80的值在表2中进行了总结。有趣的是,硝化细菌快速地适应铜(II),在铜暴露140小时后，最初被铜抑制的代谢活性大大增加（图1）。铜浓度在50〜100 mg L-1范围内在120〜140 h内完全抑制，但随后其活性急剧上升，达到接近不受抑制的水平。这种恢复可归因于主要的硝化菌对铜（II）的生理适应或微生物群体向更耐铜的II（II)的转换。介质中铜浓度的逐渐下降可能是导致微生物适应毒性的另一个原因。文献研究表明，金属的毒性与溶液中的自由离子浓度有关，而与总金属浓度有关(Campbell，1995）.与其他毒性生物测定法类似，测定可溶性铜（II)浓度的显着降低。在实验结束时对所有的硝化处理进行的可溶性铜(II)的分析证实,Cu浓度大大降低到只有0。25到0.51 mg L—1。

值得注意的是，低浓度的铜(II）（b 10 mg L—1)被发现对微生物将氨氧化成硝酸盐具有适度的刺激作用。文献中早先报道了硝化的刺激作用。 Barber和Stuckey（2000)观察到，在生物反应器中加入铜(32 mg L—1），硝化效率大大提高（提高了68％)。然而，持续补充铜在四周后就会停止硝化。从废水中去除铜后，硝化作用恢复.铜是硝化所必需的，因为参与电子转移链的许多酶以及主要的酶氨加合酶都含有铜（Jones,1982; Painter，1970）。

铜被发现是潜在的抑制剂,可以抑制微生物的活性(图2B）.确定的IC20，IC50和IC80值分别为0。40,0.95和2。50mg Cu（II）L—1。然而,与硝化生物测定法类似,在所有处理的培养49-60小时后恢复了代谢活动含量低于25 mg Cu(II）L-1的原因可能是由于微生物种群结构的改变导致对铜不敏感的脱氮物种占主导地位。另外，铜（II）的逐渐沉淀可能是对观察到的行为的另一种可能的解释.

很少有文献研究考虑了铜对反硝化微生物的抑制作用.唯一发现的研究指出铜浓度高达26 mg L—1时对悬浮生长系统中的反硝化生物量没有受到抑制（Kamath等，1991）。铜是脱氮所需的微量元素。参与脱氮的几种酶,例如一些亚硝酸盐还原酶和一氧化二氮还原酶是依赖于铜的酶（Stouthamer，1991； Vanniel等,1992）。根据这些结果，可以得出这样的结论：与硝化剂相比，脱硝剂对铜(II）的抑制作用更容易受到影响.然而，在这两种情况下，微生物种群在从废水中回收氮的生物过程的恢复是显著的。

3.3.好氧异养菌

低浓度的铜(II)被发现能抑制活性污泥中好氧异养微生物对葡萄糖的降解。在图3B中显示了在各种测定中对应于铜（II）浓度的葡萄糖利用的特定速率（表示为对不受抑制的对照计算的速率的百分比)。 IC20，IC50和IC80值分别为3。2,4。6和6。9 mg L-1.在实验的开始和结束时对可溶性铜进行分析,结果显示随时间推移毒物浓度显着下降（结果未显示）。例如，在用10和25mg Cu（II）L-1初步处理的试验中,只检测到了4。6和5。3mg的Cu(II)L—1。有许多文献研究了Cu(II）离子对活性污泥中好氧异养菌的毒性作用。铜浓度在10〜50mg

/ L范围内对呼吸作用和微生物生长具有抑制作用（Almanza等,1996; Braamand Kkapwijk，1981； Cabrero等，1998; Kumarc,2009； Neumegen等，2005)。其中一些浓度比我们研究中确定的浓度要高。 总之，这项研究的结果表明,可溶性铜可能是一个严重的抑制剂参与有机物（即发酵细菌，好氧异养生物）和氮营养物质去除(即硝化和反硝化细菌)生物废水处理.但是，Cu(II）的抑制作用受到有氧和/或厌氧处理系统中常见阴离子的沉淀反应的限制,如碳酸盐，硫化物和氢氧化物.我们的结果也表明硝化和脱氮细菌可以适应铜离子的抑制作用。

4。结论

这项研究的结果证实，铜（II)能够抑制多种微生物种群，包括发酵细菌,需氧异养细菌，以及反硝化和硝化细菌，这些微生物在工业生产中常见.但是， 铜对反硝化细菌和硝化细菌的影响随着暴露时间的增加而显着下降，这可能是由于可溶性铜的降低或微生物的适应. 在使用葡萄糖发酵罐的测定中这样的情况不明显. 为了防止铜对高度敏感的发酵罐的微生物抑制，在含铜物流的生物处理过程中可能需要采取降低该离子浓度的措施，例如沉淀和废水稀释。