2023年12月2日发(作者：psp3000刷机教程)

晚期非小细胞肺癌患者抗PD-1治疗前后血清TNF-α水平变化与疗效的关系

郑轩; 胡毅

【期刊名称】《《解放军医学院学报》》

【年(卷),期】2019(040)003

【总页数】5页(P231-234)

【关键词】免疫治疗; PD-1单抗; 肿瘤坏死因子α; 疗效

【作 者】郑轩; 胡毅

【作者单位】[1]解放军总医院第一医学中心肿瘤内科 北京100853

【正文语种】中 文

【中图分类】R734.2

近几年，免疫治疗在肺癌领域取得了突破性进展，免疫检查点抑制剂(immune

checkpoint inhibitors，ICPIs)给肺癌的治疗提供了新的选择。程序性死亡受体1(programmed cell death protein-1/PD-1)是重要的免疫检查点之一，通过与其配体PD-L1/PD-L2的相互作用，对维持外周免疫耐受，减少自身免疫系统相关疾病的发生有重要意义[1]。目前，应用较为广泛的PD-1抑制剂如Nivolumab和Pembrolizumab，使很多肿瘤患者得到了显著的临床获益，被美国FDA批准用于含非小细胞肺癌在内的诸多恶性肿瘤的治疗，其疗效预测标记物也是研究热点之一[2]。肿瘤坏死因子α(tumor necrosis factor alpha，TNF-α)是一种多功能细胞因子，参与细胞凋亡、细胞生存、炎症和免疫作用，并被用于治疗癌症[3-4]。但关于免疫治疗前后血清TNF-α水平及更准确反映个体细胞因子水平变化趋势的TNF-α变化率与抗PD-1治疗疗效关系的研究却鲜有报道。因此，本研究旨在探究晚期肺癌患者抗PD-1治疗前后血清TNF-α变化情况与疗效的关系。

资料和方法

1 资料 选取2016年9月- 2018年5月在解放军总医院第一医学中心肿瘤内科行抗PD-1治疗的33例晚期NSCLC患者。入选标准：1)年龄≥18岁；2)病理组织学明确诊断为NSCLC；3)临床分期为Ⅳ期；4)ECOG评分0 ～ 2分。排除标准：1)既往有急性心源性疾病或合并慢性基础性疾病，经过评估可能对治疗产生干扰；2)既往合并严重肝肾功能损害；3)终末期，无法耐受抗PD-1治疗。4)患有自身免疫系统疾病。所有患者均接受至少2周期抗PD-1治疗，并签署知情同意书。

2 治疗方法 所有患者均接受PD-1单抗治疗，用药方法：Nivolumab 3 mg/kg静滴，14 d为1个周期；或Pembrolizumab 2 mg/kg静 滴，21 d为1个周期，单用PD-1抑制剂或联合化疗。持续用药直至出现肿瘤进展或不可耐受的不良反应。

3 血浆TNF-α检测 所有患者在第1次抗PD-1治疗前及抗PD-1治疗2周期后，空腹抽取外周血4 ml，常温以2 000 r/min离心10 min，吸取上层血清，分装于1.5 ml EP管内，置入-80℃冰箱保存。将细胞因子标准品从Bio-Plex ProTM

Human Cytokine GrpⅠPanel试剂盒(美国Luminex公司)中取出，并将稀释液500μl加入标准品中，充分混匀、震荡，放置冰上冷却30 min。将标本从-80℃冰箱取出，静置至室温。室温下高速离心(10 000 g/5 min)血清，分别取上清液50μl，加入到盛有150μl的样品稀释液中。用洗液将10×的微球稀释至1×。将稀释好的微球加入至96孔板中，每孔加入量为50μl。将96孔板放入Bio-Plex Pro

Wash Station自动磁力吸板机(美国Luminex公司)，用洗液清洗微球2次。将准备好的标准品及标本分别加入到96孔板中，标准品做复孔，加入量均为50μl，然后将96孔板置于振荡器上850转混匀、震荡、孵育30 min。取出96孔板，用磁力吸板机洗3次，每孔加入1×的抗体25μl，再次将96孔板置于振荡器上850转混匀、震荡、孵育30 min。取出96孔板，用磁力吸板机洗3次，每孔加入1×的PE荧光染料50μl，避光条件下将96孔板置于振荡器上850转混匀、震荡、孵育15 min。取出96孔板，用磁力吸板机洗3次，每孔加入缓冲液100μl，用Bio-Plex 200液相芯片仪(美国Luminex公司)检测，读取数据。

4 疗效评价及分组 患者接受抗PD-1治疗后进行影像学检查，按照WHO实体瘤评价标准1.1(response evaluation criteria in solid tumors 1.1，RECIST 1.1)进行疗效评价。评价包括完全缓解(complete response，CR)、部 分 缓 解(partial

response，PR)、疾病稳定(stable disease，SD)、疾病进展(progressive

disease，PD)。根据疗效评价将患者分为两组，分别为疾病控制组(DCR组=CR+PR+SD)和疾病进展组(PD组)，比较两组间一般资料、第1次抗PD-1治疗前TNF-α水平、治疗2周期后TNF-α变化率(治疗前后TNF-α水平差值/治疗前TNF-α水平)。

5 统计学方法 采用SPSS22.0统计软件进行数据分析。正态分布的计量资料以-x±s表示，采用t检验。非正态分布的计量资料以Md(P25，P75)表示，采用两独立样本秩和检验。计数资料以百分率表示，采用χ2检验或精确概率检验。此外，采用二元logistic回归进行多因素分析。采用ROC分析法进行疗效预测能力分析并绘制ROC曲线。P＜0.05为差异有统计学意义。

结 果

1 两组一般资料比较 共纳入抗PD-1治疗的晚期NSCLC患者33例，其中DCR组23例(5例PR，18例SD)，PD组10例。DCR组有远处内脏转移的患者比例明显小于PD组(P≈0.05)，两组的年龄、性别、ECOG评分、脑转移、内脏转移、联合化疗、治疗线数等差异均无统计学意义(P＞0.05)。见表1。 表1 两组晚期非小细胞肺癌患者一般资料与临床特征比较Tab. 1 Comparison of

general data and clinical features in patients with advanced NSCLC in two

groups (n, %)-: calculated by Fisher exact testCharacteristics DCR group

(n=23)PD group (n=10) χ2 P Age (yrs) - 0.397 ≤65 17(73.9) 9(90.0) ＞65

6(26.1) 1(10.0)Gender - 0.686 Male 16(69.6) 8(80.0) Female 7(30.4)

2(20.0)ECOG - 0.461 0-1 15(65.2) 5(50.0) 2 8(34.8) 5(50.0)Cerebral

metastasis 5(21.7) 1(10.0) - 0.640 Visceral metastasis 12(52.2) 9(90.0) -

0.054 Combination with chemotherapy 14(60.9) 6(60.0) - 1.000

Immunotherapy applied in which line 1.8080.405 First 8(34.8) 1(10.0)

Second 9(39.1) 5(50.0) Third or more 6(26.1) 3(30.0)

表2 DCR组与PD组TNF-α水平及TNF-α变化率比较Tab. 2 Comparison of

TNF-α level and change rate of TNF-α between DCR group and PD group

[Md (P25, P75)]Variable DCR group (n=23) PD group (n=10) Z P Baseline

TNF-α level (pg/ml) 60.7(41.7,70.8) 60.2(46.7,117.4) 0.288 0.773 Cycle 2

TNF-α level (pg/ml) 80.1(58.7,108.45) 57.6(49.8,62.8) 2.290 0.022 Change

rate of TNF-α (%) 33.3(9.2,91.2) -0.1(-5.6,22.6) 2.807 0.005

图1 DCR组与PD组TNF-α水平及TNF-α变化率比较Fig. 1 Comparison of

TNF-α level and change rate of TNF-α between DCR group and PD group

2 DCR组与PD组TNF-α水平及TNF-α变化率比较 第1次抗PD-1治疗前DCR组与PD组的TNF-α水平差异无统计学意义(P＞0.05)；治疗2周期后，DCR组的TNF-α水平明显高于PD组，且DCR组的TNF-α变化率较PD组明显升高，差异有统计学意义(P均＜0.05)(图1)。见表2。

3 各指标预测免疫治疗疗效的logistic回归分析 以单因素分析差异有统计学意义的两个指标(远处内脏转移，1=无，0=有；TNF-α变化率，1=升高，0=降低)为自变量，治疗疗效(1=好，0=差)为因变量，经logistic回归分析显示，免疫治疗后TNF-α水平升高为晚期肺癌患者抗PD-1治疗疗效的显著影响因素。见表3。

4 TNF-α变化率对免疫治疗疗效的评估价值 绘制抗PD-1治疗疗效与TNF-α变化率的ROC曲线，得出曲线下面积为0.804，95% CI为0.651 ～ 0.975，差异有统计学意义(P＜0.05)。TNF-α变化率的Cut-off值为29.5%，对应的敏感度为70.9%，特异度为80.0%，约登指数为0.509(图2)。

表3 影响晚期非小细胞肺癌患者免疫治疗疗效的临床因素logistic回归分析Tab.

3 Multivariate analysis of risk factors of response to immunotherapy in

patients with advanced NSCLCFactor OR OR (95% CI) P TNF-α change rate

2.584 1.020-6.546 0.045 With or without organ metastasis 1.544 0.778-3.065 0.214

图2 TNF-α水平变化率对疗效预测的ROC曲线Fig. 2 ROC curve of change

rate of TNF-α in assessment of immunotherapy response

讨 论

目前，肺癌的治疗已经进入免疫治疗的时代，准确筛选出能从免疫治疗中获益的患者，才能够实现更为精准的个体化免疫治疗。因此，有关免疫治疗的疗效预测标记物的研究也是热点之一，肿瘤组织中PD-L1表达水平、错配基因修复蛋白(mismatch repair protein，MMR)和微卫星不稳定(microsatellite instability，MSI)、肿瘤组织的突变负荷(tumer mutational burden，TMB)等都可成为免疫治疗疗效的预测指标，但其预测能力尚存争议[5-7]。而深入了解免疫治疗的机制，从机制中去探索新的疗效预测标记物为科研工作者们提供了一条途径。PD-1主要表达于T/B淋巴细胞、NK细胞、单核细胞、树突状细胞及间充质干细胞，PD-L1是PD-1的主要作用配体，在实体肿瘤细胞上过表达，在APCs、淋巴细胞、造血细胞以及上皮细胞都有所表达[8-10]。在肿瘤细胞和免疫效应细胞的相互作用中，肿瘤细胞表面的PD-L1与免疫效应细胞表面的PD-1结合，传递免疫抑制信号，是肿瘤细胞免疫细胞杀伤的重要机制[11]。PD-1抑制剂正是通过阻断PD-1/PD-L1通路，破除肿瘤细胞的免疫抑制状态，发挥杀伤肿瘤作用[12]。如果免疫治疗生效，那么因抗PD-1治疗而活化的免疫细胞如巨噬细胞、效应T细胞下游的一系列细胞因子理论上应该有所变化。

本研究结果显示，免疫治疗前DCR组与PD组的TNF-α水平无明显差异；而治疗2周期后，DCR组的TNF-α水平明显高于PD组，且其变化率明显大于PD组，免疫治疗后TNF-α水平升高是肺癌患者抗PD-1治疗得以实现疾病控制的保护因素。分析其原因，可能是对免疫治疗有应答的患者，肿瘤组织微环境中的巨噬细胞、肿瘤浸润淋巴细胞等被PD-1抑制剂激活，打破免疫抑制状态，释放大量含TNF-α在内的细胞因子，杀伤肿瘤细胞，并且进入到体循环中，从而可在患者血清中检测到TNF-α水平明显升高。此外，本研究进一步通过ROC曲线分析得出，当抗PD-1治疗后TNF-α水平变化率为29.5%时，评估免疫治疗有应答的AUC最大，其敏感度和特异度最高，为70.9%和80.0%，显示出TNF-α水平变化率对免疫治疗疗效具有较好的预测意义。

既往研究已证实TNF-α与抗肿瘤关系密切。1975年Carswell等[13]发现接种BCG的小鼠注射LPS后，血清中含有一种能杀伤某些肿瘤细胞或使体内肿瘤组织发生血坏死的因子，称为肿瘤坏死因子。后续研究证明TNF-α主要由活化的巨噬细胞、T细胞等产生，在正常生理功能、急性和慢性炎症、自身免疫性疾病和癌症相关的炎症中发挥不同的功能[14-16]。被释放的TNF-α通过与其靶细胞膜上肿瘤坏死因子受体(tumor necrosis factor receptor，TNFR)结合，激活TNFR的胞内区死亡结构域，引发不同的下游信号通路，促使肿瘤细胞程序性凋亡[17]。TNF-α还具有其他功能，Johansson等[18]将低剂量的与血管归巢肽偶联的TNF-α注入胰腺内分泌肿瘤的鼠模型内，发现TNF-α在肿瘤血管周围积聚，吸引T细胞进入肿瘤微环境并引发细胞依赖性免疫反应，最终提高小鼠的整体存活率。Lu等[19]用TNF-α预处理原位结肠直肠癌小鼠模型后再行5-氟尿嘧啶化疗，显示出协同抑制肿瘤生长，诱导细胞凋亡和减少肿瘤细胞增殖的作用，从而提高化疗疗效。

综上所述，TNF-α通过多种途径发挥抗肿瘤作用，其在晚期肺癌患者抗PD-1治疗前后的变化率与治疗疗效相关，是疾病控制的预测因素，可能成为预测免疫治疗疗效的生物标记物。但本研究为单中心、小样本的临床研究，仍需大样本量的研究进一步探索其与免疫治疗疗效的关系。

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