2024年4月20日发(作者:移动固态硬盘哪个牌子好)
肿瘤防治研究
2021
年第
48
卷第
1
期
Cancer Res Prev Treat,2021,Vol.48,No.1
doi:10.3971/.1000-8578.2021.20.0836
·
1
·
·
专家论坛
·
放疗对肿瘤微环境的重塑及增强免疫治疗
疗效机制的研究进展
张强
1
,吴邵雅
2
,张靖
3
New Insight on Tumor Microenvironment Remodelling and Augmented Therapeutic
Efficacy of Immunotherapy by Radiotherapy
ZHANG Qiang
1
, WU Shaoya
2
, ZHANG Jing
3
1. Department of Radiation Oncology, University of Michigan, Ann Arbor, Michigan 48109,
USA; 2. College of Life Science and Technology of Huazhong Agricultural University, Wuhan
430070, China; 3. Department of 1
st
Thoracic Medical Oncology, Hubei Cancer Hospital,
Wuhan 430079, China
张强
理学博士,
2009
年毕业于中国医学研究院
/
北京协和医学院
基础医学研究所,现任密歇根大学放射肿瘤系
/Rogel
癌症中心研究
助理教授。主要从事肿瘤放疗中
DNA
损伤修复的分子机制、
DNA
损伤应答小分子抑制剂对肿瘤放疗和免疫治疗增敏作用、胰腺癌
发生发展分子机制、蛋白质泛素化修饰在肿瘤发生发展中的功能
研究。目前研究集中在以
DNA
修复中关键蛋白
ATM
、
DNA-PK
和
PARP
作为靶点,通过临床试验中的小分子抑制剂探究其在增加胰
腺癌放疗和免疫治疗敏感度的效应以及具体的分子机制。在国际
著名学术期刊
Molecular Cell
、
Cancer Discovery
、
Cell Research
、
PNAS
、
Cancer Research
、
Clinical Cancer Research
和
Nucleic Acids
Research
等杂志发表
SCI
论文
30
余篇(其中第一作者或通信作者论
文
15
篇)。文章总引用
1200
余次,
H
指数
21
。
Abstract: Immune checkpoint inhibitors (ICIs)-based tumor immunotherapy has changed the traditional
cancer treatment. However, ICI treatment benefits small percentage of patients in most types of cancer
(10%-30%), and is basically ineffective in some cancers (such as pancreatic cancer and glioma). Combining
ICIs with existing and potential therapies to overcome tumor innate and acquired resistance is of great
significance for improving the treatment efficacy, increasing the durability of the therapeutic effect and
prolonging patients’ survival. Radiotherapy can not only kill tumor cells, but also cause the release of
pro-inflammatory molecules and immune cell infiltration in tumors. In addition, radiotherapy can induce
micronuclei in tumor cells, thereby activating cytosolic DNA/RNA sensors, the most important of which is
the cyclic GMP-AMP synthase (cGAS)-STING pathway. Radiotherapy can also regulate immune surveillance
through the expression of tumor neoantigens. In this review, we will discuss in depth the immunomodulatory
effect of radiotherapy on the tumor microenvironment and its combination with ICI as a potential cancer
treatment, and focus on the effects of radiotherapy on non-tumor cells in the tumor microenvironment,
including dendritic cells, T cell infiltration, as well as myeloid-derived suppressor cells.
Key words: Radiotherapy; Tumor microenvironment; Immunotherapy
Competing interests: The authors declare that they have no competing interests.
摘
要
:以免疫检查点抑制剂(
ICIs
)为主的免疫治疗改变了传统癌症治疗手段,但对于大多数类型
的癌症,
ICIs
治疗受益十分有限(
10%~30%
),并且在某些癌症类型中基本无效(如胰腺癌、脑胶质
瘤)。将
ICIs
治疗与现有及潜在的疗法
相结合从而克服肿瘤原发性和获得性
收稿日期
:
2020-07-17
;
修回日期
:
2020-10-08
作者单位
:
1. 48109
安娜堡,美国密歇根大学放射肿
瘤科;
2. 430070
武汉,华中农业大学生命科学技术学院;
3. 430079
武汉,湖北省肿瘤医院胸内一科
作者简介
:张强(
1980-
),男,博士,研究助理教
授,主要从事肿瘤放疗中
DNA
损伤修复的分子机制研究
抵抗,对于提高治疗率、增加疗效的
持久性和延长患者的生存期有重要意
义。放射治疗能杀伤肿瘤细胞,同时
引起促炎性分子的释放和免疫细胞的
肿瘤浸润。此外,放射治疗能在肿瘤
细胞中诱导产生微核,从而激活胞质
·
2
·肿瘤防治研究
2021
年第
48
卷第
1
期
Cancer Res Prev Treat,2021,Vol.48,No.1
核酸感应器,其中最重要的是环
GMP-AMP
合成酶
-
干扰素诱
导基因通路,并且所产生的炎性反应信号效应重塑了肿瘤免
疫微环境。肿瘤细胞在放射处理后还可通过新抗原的表达来
影响免疫监测。本文将深入探讨放射治疗对于肿瘤微环境的
免疫调节作用以及放疗与
ICIs
联合治疗作为一种潜在的癌症
治疗策略,并介绍放射治疗引起的肿瘤微环境的重塑,包括
对树突状细胞、
T
细胞浸润以及抑制性髓样细胞群的影响。
关键词
:放射治疗;肿瘤微环境;免疫治疗
中图分类号
:
R730.51; R730.55
开放科学
(
资源服务
)
标识码
(OSID)
:
0
引言
抑制程序性细胞死亡受体蛋白
1
(
PD-1
)、程
序性细胞死亡配体
1
(
PD-L1
)或细胞毒性
T
淋巴细
胞相关蛋白
4
(
CTLA4
)免疫检查点是肿瘤免疫治
疗的主要手段。尽管部分患者表现出明显的反应
性和潜在的持久响应,但大多数肿瘤患者并没有
从中受益。因此,目前很多临床前研究和临床试验
的关注点是将现有的治疗手段与免疫治疗相结合
从而改善疗效。临床上约
50%
的癌症患者接受放疗
作为治疗的一部分。在过去的一个多世纪以来,放
疗成为众多实体瘤的一线治疗手段。早在
1979
年,
Stone
等报道在免疫缺陷小鼠中减少
50%
移植瘤体
积(
TCD50
)所需的放疗剂量是在免疫正常小鼠中
的两倍
[1]
。目前,已知放疗可以发挥显著的免疫刺
激作用,因此,放疗与免疫检查点抑制剂(
immune
checkpoint inhibitors, ICIs
)免疫治疗相结合越来越
被视为有前途的潜在肿瘤联合治疗方法
[2-3]
。
放疗不仅具有介导
DNA
损伤从而导致癌细胞
死亡的作用,还可以通过触发促炎介质的释放调
节产生免疫原性和佐剂性,增加免疫刺激抑制肿
瘤细胞浸润并增强新抗原的表达
[4-5]
。总的来说,
放疗所显示出的积极的免疫刺激作用,一定程度
上能被免疫学上称作的
“
冷
”
肿瘤变为
“
热
”
肿瘤。通
过驱动免疫细胞浸润和增强免疫原性,放疗有可
能增加肿瘤的免疫反应。有研究表明,放疗后肿
瘤细胞
DNA
损伤这一内在事件是驱动免疫调节的
关键
[4]
。因此肿瘤细胞的自主效应及其如何指导未
来联合治疗是本综述的重点。
本文总结了放射疗法诱发的肿瘤基因组片
段化激活细胞质核酸传感器(
DNA sensors
)的
反应从而引发细胞
1
型干扰素(
Type 1
interferon,
T1IFN
)等细胞因子的表达,还将讨论放疗引起的
DNA
损伤和基因转录的改变对肿瘤新抗原表达的
调节作用。这些事件可以引起固有性和(或)适
应性抗肿瘤免疫程序的启动,为放疗、
DNA
损伤
修复(
DNA damage response, DDR
)抑制剂以及
ICIs
的联合使用提供理论依据。
1
细胞质核酸传感器
1.1
放疗通过
cGAS-STING
信号通路诱导细胞质
DNA
感应
细胞质核酸传感器最初是细胞内模式识别受
体(
pattern recognition receptors, PRRs
)启动对
DNA
病毒的天然免疫反应
[6]
。有研究证明,在放
疗抗癌的机制中一个关键因素是放疗能够引起增
殖的肿瘤细胞
DNA
损伤并释放至细胞质从而激活
细胞内传感器。其中细胞质
DNA
传感器环
GMP-
AMP
合成酶(
cyclic GMP-AMP synthase, cGAS
)
-
干扰素诱导基因(
stimulator of interferon genes
,
STING
)途径似乎在表型上占据了主导地位
[7-8]
。
初步研究发现细胞质
B
型
DNA
与
cGAS
的结合触发
了第二信使(或称作免疫递质)
cGAMP
(
cyclic
GMP-AMP
)的合成,
cGAMP
结合下游
STING
蛋
白并激活
TBK1
(
TANK binding kinase 1
)蛋白激
酶和
IRF3
(
interferon regulatory factor 3
)转录因
子,最终诱导
T1IFN
的表达,而
IFN-α/β
能够与干
扰素
α/β
受体
1
(
interferon alpha and beta receptor
subunit 1, IFNAR1
)结合在放疗引起的抗肿瘤免疫
中发挥关键作用
[9-10]
,见图
1
。在小鼠模型中,外
源性
cGAMP
和合成
STING
激动剂亦可增强放射的
效应
[7,11]
。
2017
年
Demaria
团队发现肿瘤细胞胞质
内脱氧核糖核酸酶
TREX1
(
three prime repair exo-
nuclease 1
)能够降解细胞质中双链
DNA
(
double-
stranded DNA
,
dsDNA
),因此可以降低由
cGAS
产生
cGAMP
的水平,从而抑制放疗的抗肿瘤免疫
效应。当高剂量的放疗(
12~18 Gy
)处理小鼠移植
瘤时,
TREX1
蛋白能够被诱导表达,而采用多次
低剂量放疗即连续
3
天
8 Gy
可以避免
TREX1
被诱导
表达,最终使放疗抑制肿瘤的效果显著增加
[12]
。
目前,有报道显示非肿瘤细胞中
STING
的激活
是免疫激活的关键因素
[7,11,13]
。但在某些体内模型
中,肿瘤细胞固有的
STING
激活是必要的。在这种
情况下,临床前数据表明肿瘤细胞衍生的
DNA
和
(或)源自
cGAS
催化产生的
cGAMP
可通过细胞间
和外泌体传递到非肿瘤细胞中(如树突状细胞),
从而扩大
T1IFN
信号,有助于增加放射治疗的抗肿
瘤免疫效应
[12,14-16]
。哺乳动物细胞中
cGAMP
可以被
细胞膜外以及基质中的外核苷酸焦磷酸酶
/
磷酸二
酯酶
1
(
ectonucleotide pyrophosphatase/phosphodies-
terase 1, ENPP1
)降解,降低
ENPP1
的表达能够显
肿瘤防治研究
2021
年第
48
卷第
1
期
Cancer Res Prev Treat,2021,Vol.48,No.1
著增强放疗产生的抗肿瘤免疫效应
[17]
。此外,最近
的研究表明跨膜蛋白
SLC19A1
(
solute carrier family
19 member 1
)是第一个被人们所认知的
cGAMP
通
道蛋白
[18-19]
。
1.2
其他细胞质
DNA
传感器及其与
RNA
传感器的
串扰
cGAS-STING
途径同时受到其他核酸传感器
的正串扰。除
cGAS
以外,还有类似含
CARD
结
构域的
NOD
囊样受体家族
3
(
NLR family CARD
domain containing 3, NLRC3
)、
IFNγ
诱导蛋白的
蛋白结构域
16
(
interferon gamma inducible protein
16, IFI16
)和
DEAD-box
解旋酶
41
(
DEAD-box
helicase 41, DDX41
)等,它们都能够结合
dsDNA
对
STING
介导的
T1IFN
信号转导具有积极影响,
见图
1
。
NLRC3
通过与
STING
相互作用从而阻止
其功能,而且
NLRC3
与
dsDNA
结合后能够有助于
STING
的释放
[20]
。
IFI16
可以通过两个
HIN
结构域
结合
dsDNA
,随后通过吡啶结构域与
STING
相互
作用
[21]
。虽然有研究发现
IFI16
在
IFNβ
表达中没有
起到直接作用
[22]
,但总体而言,
IFI16-STING
相互
作用增强
STING
依赖性
IFNβ
的产生
[23-24]
。
DDX41
同样也可以结合
dsDNA
,并且与
STING
结合增强
下游
T1IFN
的表达
[25-26]
。
小鼠肿瘤细胞在放射处理后还有许多
RNA
核
酸传感器上调,包括模式识别受体视黄酸诱导型
基因Ⅰ(
RIG-
Ⅰ,也称为
DDX58
)和黑色素瘤分
化相关蛋白
5
(
MDA5
,也称为
IFIH1
)
[27]
。在
DNA
感应途径和细胞质
RNA
感应途径之间已经确定了
一定程度的串扰。双链
RNA
(
dsRNA
)与细胞质
中
RIG-1
或
MDA5
的结合通过衔接蛋白
MAVS
来诱
2
放射诱导的抗原呈递
2.1
放射诱导肿瘤相关新抗原的呈递
·
3
·
导
T1IFN
的表达。已有研究证明,放疗诱导产生
最大
1
型干扰素这一过程中,
MAVS
和
RIG-
Ⅰ的参
与是必不可少的
[28-29]
。放射产生的具有
5'-
三磷酸
并富含
AT
的
dsDNA
能够被
RNA
聚合酶Ⅲ转录形成
dsRNA
,也可以激活
RNA
感应途径中的
MDA5
和
RIG-I
途径,见图
1
。
1.3 cGAS
对微核的监测
最初人们发现细胞质
DNA
是通过
cGAS-STING
途径诱导
T1IFN
产生,但如何将这一过程与放疗相结
合并不十分清楚。最近有研究揭示了
cGAS
通过监测
放射处理所产生的微核和(或)小片段
DNA
,从而建
立肿瘤细胞中放射处理与免疫系统之间的关系。
放疗在肿瘤细胞中诱导微核是一个公认的现
象。
Harding
等发现放射处理后肿瘤细胞中能够
产生微核,表明细胞分裂导致微核的产生。当敲
除非同源末端连接(
non-homologous end joining,
NHEJ
)通路中的关键分子或利用
DNA-PK
抑制剂
时,微核的产生受到抑制。重要的是,
cGAS
蛋白
能够与核膜破裂的微核中
DNA
相结合,激活下游
STING
以及诱导
T1IFN
的表达
[4]
,
见图
1
。在具有微
核的细胞中,干扰素刺激基因(
interferon-stimulat-
ed gene, ISG
)依赖于
cGAS
和
STING
方式的转录显
著增强
[4-5,30]
。此外,
cGAS
能够被募集到
DNA
损伤
位点并直接抑制
DNA
修复,从而可能进一步促进
微核的形成,开启一个正反馈模式
[31-32]
。上述这些
重要发现弥补了关于放疗如何通过细胞质微核衍
生的
DNA
传播炎性
T1IFN
反应的知识空白。
cGAS: cyclic GMP-AMP synthase; cGAMP: cyclic GMP-
AMP; STING: stimulator of interferon genes; TBK1:
TANK binding kinase 1; IRF3: interferon regulatory factor
3; T1IFN: Type 1 interferon; IFNAR1: interferon alpha
and beta receptor subunit 1; RIG-I: retinoic acid inducible
gene I; MDA5: melanoma differentiation-associated gene
5; MAVS: adaptor protein; TREX1: three prime repair
exonuclease 1; IFI16: interferon gamma inducible protein
16; DDX41: DEAD-box helicase 41; NLRC3: NLR family
CARD domain containing 3.
图
1
放疗诱发肿瘤基因片段化与微核形成
,
从而激活细胞质
DNA/RNA
核酸感受器
,
上调
1
型干扰素及促炎性细胞因子的表达
Figure 1 Radiation can induce tumor gene fragmentation and micronuclei formation, which then activates cytoplasmic DNA/
RNA nucleic acid receptor and subsequently up-regulates the expression of type 1 interferon and proinflammatory cytokines
·
4
·肿瘤防治研究
2021
年第
48
卷第
1
期
Cancer Res Prev Treat,2021,Vol.48,No.1
细胞毒性
CD8
+
T
细胞清除肿瘤细胞需要识别肿
瘤细胞表面主要组织相容性复合物Ⅰ(
MHC-
Ⅰ)
上呈递的抗原。在这方面,放疗显示出较大的优
势,既增加肿瘤细胞表面
MHC-
Ⅰ的表达,同时又
调节肿瘤细胞上的抗原呈递。已有多项研究发现
放射能够上调现有和新型抗原在肿瘤细胞表面的
呈递。放疗引起的
DNA
损伤能够触发一系列转录
的改变,可以使得某些平时表达水平很低以及发
生突变的多肽大量表达,触发抗肿瘤免疫。在化
疗抵抗的转移性非小细胞肺癌患者中利用
CTLA4
阻滞与放疗联合使用时,在具有完全反应的患者
中可以检测到新抗原
KPNA2
(
karyopherin subunit
alpha 2
)突变蛋白,且放疗上调了
KPNA2
基因的
表达。突变型
KPNA2
产生的抗原可促进患者
CD8
+
T
细胞产生大量的
IFNγ
[2]
。
2.2
放射产生的新抗原和
T
细胞受体库
目前认为突变负荷和肿瘤新抗原负荷通常可
预测肿瘤细胞对
ICIs
的临床反应。肿瘤细胞可能由
于暴露于诱变剂(例如紫外线和吸烟)、
DNA
修
饰和复制错误(
APOBEC3B
表达或
POLE
突变),
以及遗传的或获得性的
DNA
修复缺陷而产生高突
变负荷。在许多癌症类型中,
DDR
途径中基因的
体细胞变异和表观遗传沉默普遍存在,这些患者
的肿瘤可能同时具有高突变和新抗原负荷,以及
细胞质
DNA
驱动的炎性反应信号
[33]
。
放射治疗也增加了
T
细胞中特异性
TCR
的表达
和
T
细胞克隆的数量,再加上抗
PD-1
治疗,能够将
这种增加的多样性扩展到放射之外的肿瘤部位,
这一作用被称作远隔效应(
abscopal effect
)。在
对小鼠的放疗和抗
CTLA4
阻断反应的
TCR
记忆库
研究中,放疗增加了肿瘤内
T
细胞
TCR
记忆库的多
样性,并与抗
CTLA4
结合使用增强了对肿瘤的抑
制作用
[34-35]
。目前尚不清楚在临床上针对新的放射
治疗产生的肿瘤抗原的免疫应答是否比增强既有
肿瘤抗原的活性更重要,这也可以成为未来的一
个研究方向。
3
放射引起肿瘤微环境的重塑
3.1
放疗对树突状细胞的影响
放疗除了可以增强肿瘤细胞表面
MHC-
Ⅰ的
呈递作用外,还可以显著提高肿瘤抗原的交叉呈
递。在
OT-1
小鼠模型中,放射能够增加淋巴结中
被表达有
MHC-I-SIINFEKL
的树突状细胞和所激
活的特异性效应记忆的
CD8
+
T
细胞
[36]
。免疫原性
所导致的细胞死亡与损伤相关分子模式(
damage-
associated molecular patterns, DAMP
)的释放,
被人们了解较多的是
Calreticulin
、
HMGB1
(
high
mobility group box 1
)和
ATP
,而放射能够明显
增加
Calreticulin
、
HMGB1
和
ATP
的释放
[37]
。此
外,树突状细胞对于放射的免疫应答至关重要。
CD11c
+
CD8α
+
BATF3
系的树突状细胞是放疗和抗
CTLA4
反应的抗肿瘤效应产生的关键
[12]
,而在小
鼠树突状细胞中缺少
IFNAR1
受体的表达则会逆转
这一抗肿瘤效应
[7]
。
3.2 T
细胞浸润
放疗可促进
T
细胞浸润所必需的细胞因子分
泌。放射诱导肿瘤细胞内源性
CXCL16
(
C-X-C mo-
tif chemokine ligand 16
)的分泌,
CXCL16
能与
Th1
(
T helper 1
)细胞上的
C-X-C
趋化因子受体
6
(
C-
X-C motif chemokine receptor 6, CXCR6
)结合并激
活
CD8
+
T
细胞
[38]
。
放射可以上调肿瘤细胞中
T
细胞
趋化因子
CXCL9
和
CXCL10
的表达,而
CXCL9
和
CXCL10
则能够与
T
细胞上的
CXCR3
结合,促进
T
细
胞的浸润。放射治疗后,体内肿瘤细胞还可以被诱
导表达
ICAM1
(
intercellular adhesion molecule 1
)
和
NKG2D
配体
RAE-1γ
(由
Raet1g
编码)。在
T
细胞
浸润后,
MHC-
Ⅰ、
ICAM1
、
RAE-1γ
和
NKG2D
导
致小鼠的
T
细胞在肿瘤微环境中停滞,肿瘤细胞表
达在放疗和抗
CTLA4
的抗肿瘤效应起到重要的作
用
[39]
。但另一方面,放射在促进抗原呈递、树突状
细胞功能和
CD8
+
T
细胞浸润等方面的积极作用也会
被上调的抑制性信号部分抵消。放射治疗后,小鼠
肿瘤中的调节性
CD4
+
FOXP3
+
T
细胞(
Treg
细胞)
也同时增加
[27]
。
Treg
细胞通过产生
CTLA4
信号、
TGFβ
而表现出免疫抑制作用
[40-41]
。因此,靶向
Treg
细胞联合放疗可能是有益的
[34-35,42]
。
3.3
抑制性髓样细胞群(
myeloid-derived suppres-
sor cells, MDSCs
)
经典的炎性单核细胞在炎性反应过程中被募
集到组织中,它们可以分化为巨噬细胞或
DCs
,这
些巨噬细胞或
DCs
可以表现出促炎或抗炎特性。
同时,在肿瘤微环境某些细胞因子的作用下,炎
性单核细胞还可以分化为
MDSCs
[40]
。放射在肿瘤
细胞中产生的
CCL2-CCR2
信号上调能够诱导小鼠
MDSCs
的分化,从而增加放射治疗后的免疫抑制
作用
[43-45]
。小鼠中敲除
Ccr2
(
C-C motif chemokine
receptor 2
)或
Ccl2
(
C-C motif chemokine ligand
2
)可以降低肿瘤微环境中
MDSCs
细胞的水平并
增加放疗的抗肿瘤效应
[41]
。此外,在小鼠体内实
验中,放射治疗还能够增加肿瘤微环境中
MDSCs
肿瘤防治研究
2021
年第
48
卷第
1
期
Cancer Res Prev Treat,2021,Vol.48,No.1
·
5
·
细胞
PD-L1
的表达
[46-47]
。因此这一现象也支持靶向
PD-1
或
PD-L1
联合放疗是有益的
[48-49]
。
4
结论
综上所述,放射治疗后肿瘤细胞所产生的内
在信号在重塑炎性肿瘤微环境中具有举足轻重的
作用。放射引起的肿瘤细胞
DNA
损伤显著增加了
细胞质微核和小片段
DNA
的水平,从而激活细胞
质核酸传感器,尤其是
cGAS
及其下游
STING
蛋白
信号通路,诱导肿瘤细胞及肿瘤微环境中特定细
胞表达
1
型干扰素。同时,放射治疗能够引起肿瘤
细胞原有及特异新抗原的表达和递呈,增加肿瘤
细胞的免疫原性。上述生物学效应将促进肿瘤微
环境中
CD8
+
T
细胞等具有抗肿瘤作用的免疫细胞
浸润,降低
MDSCs
的免疫抑制作用。因此,以抑
制免疫检查点为手段的免疫治疗与放疗联用具有
潜在协同抗肿瘤作用。
放疗引起的
DNA
损伤促使肿瘤细胞启动
DNA
修复及应激,从而修复损伤的
DNA
并产生放疗抵
抗(
radioresistance
)。因此,
DNA
修复及应激中
关键激酶的小分子抑制剂不仅能够抑制
DNA
修
复,增加放疗的敏感度,同时也能够增加放疗引
起的肿瘤细胞中微核和(或)小片段
DNA
的数
量,进一步激活
cGAS-STING
通路和
1
型干扰素
的表达。在临床前细胞与动物实验中,多个
DNA
修复及应激关键激酶的小分子抑制剂与放射治疗
和免疫治疗联用取得了令人振奋的结果。譬如,
ATM
蛋白激酶抑制剂
KU60019
、
ATR
激酶抑制剂
AZD6738
、
PARP
抑制剂
olaparib
和
WEE1
激酶抑制
剂
AZD1775
[40,50-54]
。更为重要的是,这些研究将有
助于相关临床试验的设计和开展,使其在未来可
能成为一种非常有希望的联合治疗方法。然而,
如何安全有效地增强抗肿瘤免疫的效果,同时又
减少免疫抑制作用,以及联用中药和放疗的剂量
与时间顺序方面,仍需开展相应的工作以探索最
佳的联合效应。我们期待利用放疗及
DNA
修复与
应激关键激酶的小分子抑制剂增加免疫治疗的有
效率和持久性,为肿瘤治疗提供新的思路,让更
多的肿瘤患者获益。
参考文献
:
[1] Stone HB, Peters LJ, Milas L. Effect of host immune capability
on radiocurability and subsequent transplantability of a murine
fibrosarcoma[J]. J Natl Cancer Inst, 1979, 63(5): 1229-1235.
[2] Formenti SC, Rudqvist NP, Golden E, et al. Radiotherapy induces
responses of lung cancer to CTLA-4 blockade[J]. Nat Med, 2018,
24(12): 1845-1851.
[3] Antonia SJ, Villegas A, Daniel D,
et al. Overall survival with
durvalumab after chemoradiotherapy in stage
Ⅲ
NSCLC[J]. N
Engl J Med, 2018, 379(24): 2342-2350.
[4] Harding SM, Benci JL, Irianto J, et al. Mitotic progression
following DNA damage enables pattern recognition within
micronuclei[J]. Nature, 2017, 548(7668): 466-470.
[5] Mackenzie KJ, Carroll P, Martin CA, et al. cGAS surveillance
of micronuclei links genome instability to innate immunity[J].
Nature, 2017, 548(7668): 461-465.
[6] Cao X. Self-regulation and cross-regulation of pattern-recognition
receptor signalling in health and disease[J]. Nat Rev Immunol,
2016, 16(1): 35-50.
[7] Deng LF, Liang H, Xu M, et al. STING-dependent cytosolic DNA
sensing promotes radiation-induced Type I Interferon-dependent
antitumor immunity in immunogenic tumors[J]. Immunity, 2014,
41(5): 843-852.
[8] Vance RE. Cytosolic DNA sensing: The field narrows[J]. Immunity,
2016, 45(2): 227-228.
[9] Sun L, Wu J, Du F, et al. Cyclic GMP-AMP synthase is a cytosolic
DNA sensor that activates the type
Ⅰ
interferon pathway[J].
Science, 2013, 339(6121): 786-791.
[10] Wu J, Sun L, Chen X, et al. Cyclic GMP-AMP is an endogenous
second messenger in innate immune signaling by cytosolic
DNA[J]. Science, 2013, 339(6121): 826-830.
[11] Francica BJ, Ghasemzadeh A, Desbien AL, et al. TNFalpha and
radioresistant stromal cells are essential for therapeutic efficacy
of cyclic dinucleotide STING agonists in nonimmunogenic
tumors[J]. Cancer Immunol Res, 2018, 6(4): 422-433.
[12] Vanpouille-Box C, Alard A, Aryankalayil MJ, et al. DNA
exonuclease Trex1 regulates radiotherapy-induced tumour
immunogenicity[J]. Nat Commun, 2017, 8: 15618.
[13] Corrales L, Glickman LH, McWhirter SM, et al. Direct activation
of STING in the tumor microenvironment leads to potent and
systemic tumor regression and immunity[J]. Cell Rep, 2015,
11(7): 1018-1030.
[14] Sen T, Rodriguez BL, Chen L, et al. Targeting DNA damage
response promotes antitumor immunity through STING-mediated
T-cell activation in small cell lung cancer[J]. Cancer Discov, 2019,
9(5): 646-661.
[15] Marcus A, Mao AJ, Lensink-Vasan M, et al. Tumor-derived
cGAMP triggers a STING-mediated interferon response in non-
tumor cells to activate the NK cell response[J]. Immunity, 2018,
49(4): 754-763. e4.
[16] Diamond JM, Vanpouille-Box C, Spada S, et al. Exosomes shuttle
TREX1-sensitive IFN-stimulatory dsDNA from irradiated cancer
cells to DCs[J]. Cancer Immunol Res, 2018, 6(8): 910-920.
[17] Li L, Yin Q, Kuss P, et al. Hydrolysis of 2’3’-cGAMP by ENPP1
and design of nonhydrolyzable analogs[J]. Nat Chem Biol, 2014,
10(12): 1043-1048.
[18] Luteijn RD, Zaver SA, Gowen BG, et al. SLC19A1 transports
immunoreactive cyclic dinucleotides[J]. Nature, 2019, 573(7774):
434-438.
[19] Ritchie C, Cordova AF, Hess GT, et al. SLC19A1 is an importer of
the immunotransmitter cGAMP[J]. Mol Cell, 2019, 75(2): 372-381.
[20] Li X, Deng M, Petrucelli AS, et al. Viral DNA binding to NLRC3,
an inhibitory nucleic acid sensor, unleashes STING, a cyclic
dinucleotide receptor that activates type I interferon[J]. Immunity,
2019, 50(3): 591-599. e6.
[21] Unterholzner L, Keating SE, Baran M, et al. IFI16 is an innate
·
6
·肿瘤防治研究
2021
年第
48
卷第
1
期
Cancer Res Prev Treat,2021,Vol.48,No.1
immune sensor for intracellular DNA[J]. Nat Immunol, 2010,
11(11): 997-1004.
[22] Gray EE, Winship D, Snyder JM, et al. The AIM2-like receptors
are dispensable for the interferon response to intracellular
DNA[J]. Immunity, 2016, 45(2): 255-266.
[23] Almine JF, O’Hare CAJ, Dunphy G, et al. IFI16 and cGAS
cooperate in the activation of STING during DNA sensing in
human keratinocytes[J]. Nat Commun, 2017, 8: 14392.
[24] Dunphy G, Flannery SM, Almine JF, et al. Non-canonical
activation of the DNA sensing adaptor STING by ATM and IFI16
mediates NF-kappaB signaling after Nuclear DNA Damage[J].
Mol Cell, 2018, 71(5): 745-760. e5.
[25] Zhang ZQ, Yuan B, Bao MS, et al. The helicase DDX41 senses
intracellular DNA mediated by the adaptor STING in dendritic
cells[J]. Nat Immunol, 2011, 12(10): 959-965.
[26] Lee KG, Kim SSY, Kui L, et al. Bruton’s tyrosine kinase
phosphorylates DDX41 and activates its binding of dsDNA and
STING to initiate type 1 interferon response[J]. Cell Rep, 2015,
10(7): 1055-1065.
[27] Dillon MT, Bergerhoff KF, Pedersen M, et al. ATR inhibition
potentiates the radiation-induced inflammatory tumor
microenvironment[J]. Clin Cancer Res, 2019, 25(11): 3392-3403.
[28] Widau RC, Parekh AD, Ranck MC, et al. RIG-I-like receptor
LGP2 protects tumor cells from ionizing radiation[J]. Proc Natl
Acad Sci U S A, 2014, 111(4): E484-E491.
[29] Ranoa DR, Parekh AD, Pitroda SP, et al. Cancer therapies activate
RIG-I-like receptor pathway through endogenous non-coding
RNAs[J]. Oncotarget, 2016, 7(18): 26496-26515.
[30] Willan J, Cleasby AJ, Flores-Rodriguez N, et al. ESCRT-
Ⅲ
is
necessary for the integrity of the nuclear envelope in micronuclei
but is aberrant at ruptured micronuclear envelopes generating
damage[J]. Oncogenesis, 2019, 8(5): 29.
[31] Liu H, Zhang HP, Wu XY, et al. Nuclear cGAS suppresses DNA
repair and promotes tumorigenesis[J]. Nature, 2018, 563(7729):
131-136.
[32] Jiang H, Xue XY, Panda S, et al. Chromatin-bound cGAS is
an inhibitor of DNA repair and hence accelerates genome
destabilization and cell death[J]. EMBO J, 2019, 38(21): e102718.
[33] Parkes EE, Walker SM, Taggart LE, et al. Activation of STING-
dependent innate immune signaling by S-phase-specific DNA
damage in breast cancer[J]. J Natl Cancer Inst, 2016, 109(1): djw199.
[34] Rudqvist NP, Pilones KA, Lhuillier C, et al. Radiotherapy and
CTLA-4 blockade shape the TCR repertoire of tumor-infiltrating
T cells[J]. Cancer Immunol Res, 2018, 6(2): 139-150.
[35] Twyman-Saint Victor C, Rech AJ, Maity A, et al. Radiation
and dual checkpoint blockade activate non-redundant immune
mechanisms in cancer[J]. Nature, 2015, 520(7547): 373-377.
[36] Sharabi AB, Nirschl CJ, Kochel CM, et al. Stereotactic radiation
therapy augments antigen-specific PD-1-mediated antitumor
immune responses via cross-presentation of tumor antigen[J].
Cancer Immunol Res, 2015, 3(4): 345-355.
[37] Golden EB, Frances D, Pellicciotta I, et al. Radiation fosters dose-
dependent and chemotherapy-induced immunogenic cell death[J].
Oncoimmunology, 2014, 3: e28518.
[38] Matsumura S, Wang BM, Kawashima N, et al. Radiation-induced
CXCL16 release by breast cancer cells attracts effector T cells[J].
J Immunol, 2008, 181(5): 3099-3107.
[39] Ruocco MG, Pilones KA, Kawashima N, et al. Suppressing T
cell motility induced by anti-CTLA-4 monotherapy improves
antitumor effects[J]. J Clin Invest, 2012, 122(10): 3718-3730.
[40] McLaughlin M, Patin EC, Pedersen M, et al. Inflammatory
microenvironment remodelling by tumour cells after
radiotherapy[J]. Nat Rev Cancer, 2020, 20(4): 203-217.
[41] Mondini M, Loyher PL, Hamon P, et al. CCR2-dependent
recruitment of tregs and monocytes following radiotherapy
is associated with TNFalpha-mediated resistance[J]. Cancer
Immunol Res, 2019, 7(3): 376-387.
[42] Bos PD, Plitas G, Rudra D, et al. Transient regulatory T cell
ablation deters oncogene-driven breast cancer and enhances
radiotherapy[J]. J Exp Med, 2013, 210(11): 2435-2466.
[43] Connolly KA, Belt BA, Figueroa NM, et al. Increasing the efficacy
of radiotherapy by modulating the CCR2/CCR5 chemokine
axes[J]. Oncotarget, 2016, 7(52): 86522-86535.
[44] Liang H, Deng LF, Hou YZ, et al. Host STING-dependent MDSC
mobilization drives extrinsic radiation resistance[J]. Nat Commun,
2017, 8(1): 1736.
[45] Kalbasi A, Komar C, Tooker GM, et al. Tumor-derived CCL2
mediates resistance to radiotherapy in pancreatic ductal
adenocarcinoma[J]. Clin Cancer Res, 2017, 23(1): 137-148.
[46] Marciscano AE, Ghasemzadeh A, Nirschl TR, et al. Elective nodal
irradiation aqttenuates the combinatorial efficacy of stereotactic
radiation therapy and immunotherapy[J]. Clin Cancer Res, 2018,
24(20): 5058-5071.
[47] Dovedi SJ, Cheadle EJ, Popple AL, et al. Fractionated radiation
therapy stimulates antitumor immunity mediated by both resident
and infiltrating polyclonal T-cell populations when combined with
PD-1 blockade[J]. Clin Cancer Res, 2017, 23(18): 5514-5526.
[48] Vanpouille-Box C, Diamond JM, Pilones KA, et al. TGFbeta
is a master regulator of radiation therapy-induced antitumor
immunity[J]. Cancer Res, 2015, 75(11): 2232-2242.
[49] Rodriguez-Ruiz ME, Rodríguez I, Mayorga L, et al. TGFbeta
blockade enhances radiotherapy abscopal efficacy effects in
combination with anti-PD1 and anti-CD137 immunostimulatory
monoclonal antibodies[J]. Mol Cancer Ther, 2019, 18(3): 621-631.
[50] Zhang Q, Green MD, Lang X, et al. Inhibition of ATM increases
interferon signaling and sensitizes pancreatic cancer to immune
checkpoint blockade therapy[J]. Cancer Res, 2019, 79(15):
3940-3951.
[51] Sheng H, Huang Y, Xiao Y, et al. ATR inhibitor AZD6738
enhances the antitumor activity of radiotherapy and immune
checkpoint inhibitors by potentiating the tumor immune
microenvironment in hepatocellular carcinoma[J]. J Immunother
Cancer, 2020, 8(1): e000340.
[52] Vendetti FP, Karukonda P, Clump DA, et al. ATR kinase inhibitor
AZD6738 potentiates CD8+ T cell-dependent antitumor activity
following radiation[J]. J Clin Invest, 2018, 128(9): 3926-3940.
[53] Wang B, Sun L, Yuan Z, et al. Wee1 kinase inhibitor AZD1775
potentiates CD8+ T cell-dependent antitumour activity via
dendritic cell activation following a single high dose of
irradiation[J]. Med Oncol, 2020, 37(8): 66.
[54] Patel P, Sun L, Robbins Y, et al. Enhancing direct cytotoxicity
and response to immune checkpoint blockade following ionizing
radiation with Wee1 kinase inhibition[J]. Oncoimmunology, 2019,
8(11): e1638207.
[编辑
:尤婷婷;
校对
:邱颖慧
]
作者贡献
:
张 强
:撰写论文
吴邵雅、张靖
:修改论文
发布者:admin,转转请注明出处:http://www.yc00.com/xitong/1713582229a2277615.html
评论列表(0条)